糖原D-PAS染色液(淀粉酶消化法) 试剂盒 SH0751

英文名称： Periodic Acid Schiff Diastase/PAS-D Stain Kit

规格:5×50/5×100mL

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产品内容：

产品说明：

糖原染色是病理学中常规的染色方法之一，McManus在1946年最先使用高碘酸-雪夫技术显示黏蛋白，该法常用来显示糖原和其他多糖，该染色液不仅能够显示糖原，还能显示中性黏液性物质和某些酸性物质，以及软骨、垂体、霉菌、真菌、色素、淀粉样物质、基底膜等。 

过碘酸（又称高碘酸）是一种强氧化剂，它能氧化糖类及有关物质中的1，2-乙二醇基，使之变为二醛，醛与Schiff试剂能结合成一种品红化合物，产生紫红色。由于高碘酸还可氧化细胞内其他物质，使用时应注意选择好高碘酸浓度和氧化时间，使氧化控制在即能把乙二醇基氧化成醛基，又不至于过氧化，这是很关键的步骤。 

PAS技术是唯一可检测不同种类的黏液物质（如糖原、黏蛋白和糖蛋白）的方法，但PAS技术却不能区别黏蛋白和糖原。若要准确鉴别黏液物质（如黏蛋白和糖原），需加入糖原消化步骤。大多数情况下可用α-淀粉酶或麦芽淀粉酶来催化糖原的糖苷键水解。形成水溶性的双糖-麦芽糖，在应用PAS技术之前将糖原从组织切片上除去。人类的唾液被认为是消化糖原的一种有效手段，但是出于安全以及缺乏标准唾液的考虑，不主张应用唾液。

糖原D-PAS染色液的特点在于糖原PAS染色之前经淀粉酶处理，糖原消化时需要两张相同的切片，脱蜡后一张切片用含有淀粉酶的适当缓冲液处理，另一张仅用缓冲液处理。然后两张切片均用PAS法染色，消化后染色消失表明存在糖原。

操作步骤（仅供参考）：

1、两张相同切片，二甲苯脱蜡，梯度乙醇入水。

2、一张切片入淀粉酶溶液处理20min。另一张不用淀粉酶溶液处理，入水1h作为对照。

3、流水冲洗两张切片各5～10min。 

4、入过碘酸溶液中，室温放置5～8min，一般不宜超过10min。 

5、自来水冲洗1次，再用蒸馏水浸洗2次。 

6、入 Schiff Reagent，置于室温阴暗处，浸染10～20min。 

7、自来水冲洗10min。 

8、入Mayer苏木素染色液中，染细胞核1～2min。

9、(可选)酸性乙醇分化液分化2～5s。 

10、自来水冲洗10～15min后，更换双蒸水清洗，使其返蓝。 

11、 二甲苯透明，中性树胶封固。

染色结果：

糖原、中性、唾液黏蛋白---红紫色

各种糖蛋白---红紫色

细胞核---蓝色

未处理的切片，糖原呈亮红色或红紫色；淀粉酶处理的切片，糖原阴性。

注意事项：

1、  切片脱蜡应尽量干净，否则影响染色效果。 

2、  需使用一张阳性对照片验证酶的活性。

3、  过碘酸氧化时间不宜过久，氧化时的温度以18～22℃最佳。 

4、  试剂A、试剂B、试剂C应置于4℃密闭保存，使用时避免接触过多的阳光和空气。使用前，最好提前取出恢复到室温，避光暗处使用。 

5、  酸性乙醇分化液应经常更换新液，其分化时间应该依据切片厚薄、组织的类别和酸性乙醇分化液的新旧而定，另外分化后自来水冲洗时间应该足够。 

6、  在过碘酸溶液和Schiff Reagent中作用时间非常重要，该依据切片厚薄、组织的类别等决定。 

7、  冷冻切片染色时间尽量要短。 

8、  为了您的安全和健康，请穿实验服并戴一次性手套操作。

备注：以上数据均来自公开文献, 仅供参考。